鼠咬注射后发烧

发布时间:2015-04-12

第一篇:《鼠咬热是什么原因引起的?》

鼠咬热是什么原因引起的?

鼠咬热是什么原因引起的?

我堂表哥的儿子一直在乡下跟爷爷奶奶生活,眼看到上学的年龄了,我堂表哥就接出城里上学,但接出来三天后发现孩子面有点肿,还发热。全身抽搐,去医院看说是得了鼠咬热。想得到帮助:什么是鼠咬热。怎么得这种病的呢。

专家意见:

你好:鼠咬热一般通过鼠咬伤而致病,但念珠状链杆菌也可通过染菌饮食传播。人被病鼠咬伤后,细菌经伤口进入淋巴系统并引起局部淋巴结炎,进入血循环中可致菌血症、毒血症。念珠状链杆菌或食入被病原菌污染的食物而发病。

专家意见:

指导意见:鼠咬热系鼠类疾病,人被鼠咬后可感染,伤口处在潜伏1-3周后会出现水泡、坏死,伴有红肿、疼痛,间歇性发热伴有局部淋巴结肿大,甚至会惊厥。

专家意见:

你好:鼠咬热一般通过鼠咬伤而致病,但念珠状链杆菌也可通过染菌饮食传播。人被病鼠咬伤后,细菌经伤口进入淋巴系统并引起局部淋巴结炎,进入血循环中可致菌血症、毒血症。念珠状链杆菌或食入被

病原菌污染的食物而发病。

鼠咬热应该怎么治疗?

前几天刚回老家,昨天晚上睡觉的时候就被老鼠咬伤了,觉得被咬部位发热,是不是被咬后的症状,今天去老家的医务室看医生,她说我这是鼠咬热,没有什么控制热的药,想得到帮助:我昨晚被老鼠咬了后局部发热,这鼠咬热应该怎么治疗?

专家意见:

你好,具体的还是要咨询医生,但是一般伤口红肿发热没有什么大碍,可能伤口有炎症,不要紧张,问问医生能不能吃点消炎药。我被蛇咬到以后也是伤口肿胀发热,用清水和肥皂清洗过后肿胀的更厉害,但是没去理他,只是保持伤口干燥,过了两天就消肿了,伤口只是一般的红肿了。一个星期以后伤口结痂就没什么异样感觉了。

专家意见:

你好,鼠咬热系鼠类疾病,人被鼠咬而传染。鼠咬热是小螺菌或念珠状链杆菌所致的急性感染性疾病,鼠咬人后其他病原体引起的局部病灶和(或)发热性感染,则不包括在本条范围内。主要是鉴别小螺菌病例与链杆菌病例。此外,应与疟疾、慢性脑膜炎菌血症、野兔热、猫抓热、立克次体病及川崎病相鉴别

专家意见:

你好,具体的还是要咨询医生,但是一般伤口红肿发热没有什么大碍,可能伤口有炎症,不要紧张,问问医生能不能吃点消炎药。我被蛇咬到以后也是伤口肿胀发热,用清水和肥皂清洗过后肿胀的更厉害,但是没去理他,只是保持伤口干燥,过了两天就消肿了,伤口只是一般的红肿了。一个星期以后伤口结痂就没什么异样感觉了。

应该怎么预防鼠咬热

邻居家的一小女孩昨天在屋里睡觉被老鼠给咬伤,现在伤口有些红肿还溃烂,今天一直高烧不退,家里人都急死了,患了俩家医院,结果还是以为资历比较深的老医生说这是鼠咬热。真是闻所未闻。想得到帮助:鼠咬热是一种什么病,怎样才能杜绝发生这种病,有哪些预防措施?

专家意见:

预防鼠咬热要控制鼠密度,适时进行灭鼠,防止老鼠进入居室,防止被鼠或其他动物咬伤。与鼠有接触的实验工作人员应注意防护,戴手套。万一被咬伤除局部治疗外,应立即注射青霉素预防。青霉素,每日成人量为120万~160万U,儿童为80万U,分2次肌注,疗程10~14d。小螺菌型可用较小剂量1次30万U的普鲁卡因青霉素肌

肉注射,就能控制感染。对感染时间较长者有时须连续注射6~7日才能痊愈。

专家意见:

青霉素,每日成人量为120万~160万U,儿童为80万U,分2次肌注,疗程10~14d。小螺菌型可用较小剂量1次30万U的普鲁卡因青霉素肌肉注射,就能控制感染。对感染时间较长者有时须连续注射6~7日才能痊愈。病原菌为L型耐药菌者,青霉素剂量加大至每日600万U以上(成人),如发生心内膜炎剂量每日1200万U以上,疗程4~6周,并与链霉素、庆大霉素等合用

专家意见:

您好!本病一旦发生,治疗应首选青霉素。一般情况下,只需肌肉注射青霉素一次,就能有效地控制感染。预防措施:室内灭鼠、灭蚤。平常食物应干净消毒。密切关注体温,如果孩子体温在38.5以下,不用吃退烧药,尽量用物理方法,可以在孩子的额头部位贴上兵兵退热贴降温,根据世界卫生组织反映:发烧首选物理降温。

专家意见:

您好,鼠咬热虽然比较少见,但也应该注意预防,灭鼠为最重要的预防措施。本病一旦发生,治疗应首选青霉素。一般情况下,只需肌肉注射青霉素一次,就能有效地控制感染。但对感染时间较长的患儿,有时需要连续注射6-7日才能痊愈。对青霉素不敏感的患儿可以选用四环素或链霉素。

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第二篇:《小鼠腹腔注射的方法与技巧》

中国实用医药2011年8月第6卷第22期ChinaPracMed,Aug2011,Vol.6,No.22

2003,10(6):54.报,

·249·

参考文献

[2]杨德森.行为医学.湖南师范大学出版社,1990:117.

[1]匡静,尚育青.坠楼自杀致骨折患者的心理护理.南方护理学

浅谈小鼠腹腔注射的方法与技巧

俞玉忠

穆斌

【摘要】小鼠腹腔注射仍是目前药典中异常毒性检查的主要方法之一,但很多从事药品检验或安

全性评价的实验人员对腹腔注射的技巧把握得不够准确,胆子小的只能将药液注射在皮下,而胆大的有时则会刺破小鼠内脏,本文主要对小鼠腹腔注射的正确方法给以介绍,希望能给从事动物实验的人员带来一定的帮助。

【关键词】小鼠;腹腔注射;异常毒性;安全性评价

用小鼠来检测药品的异常毒性,是各国药品检验中用得最多的生物检定方法,我国从1953年第一部药典发行以来,异常毒性检测方法一直被收载在各版药典中,并且不断地进行了改进。从2005年版药典开始,虽然从很多品种的质量标准中删去了异常毒性的检查项目,但一直到2010年版药典仍然保留了部分品种的异常毒性检查项目,并且在附录中也介

[1]

在新药的临床安全性评价试绍了异常毒性检查法。此外,[2-3],验中,小鼠仍得到了广泛应用有时还用小鼠做成动物模

3.13.2

小鼠腹腔类似于小气球,扎针前有阻力,扎穿后可直接

进入,里面空空的。如以前没有腹腔注射经验,则在做实验前应先练习几次,可以选已做完实验需淘汰的小鼠来练习,如果条件允许,

最好选跟试验条件要求一致的健康小鼠,用纯化水替代药品进行注射,注射后再观察一段时间。这样不仅能体验手感,还可以判断出针头是否刺入内脏。

3.3针头刺入小鼠腹腔内一般不超过1cm,如刺入过浅,不易刺破腹腔壁,过深的话就容易刺破内脏。4

注意事项4.1注射时,小鼠头部一定呈低位,尾部稍稍提起,使内脏前移。

4.2有的实验人员为了避免针头刺入内脏,针头刚插入皮肤就向上挑起,这是一种不正确的操作手法。首先,针头刚插入皮肤时可能还没刺破腹腔壁,此时挑起注射往往只是将药液注射在皮下,而皮下注射和腹腔注射是两种不同的给药途径。另外,针头挑起后,一不小心就容易从皮肤上掉出,致使注射不能成功。5结论5.1

腹腔注射成功的关键在于个人手法,只要按操作规程要求进行操作,不擅自创新或改变注射方法,就能顺利完成

,对新开发药物的疗效进行研究。静脉注射和腹腔注射

是小鼠最常见的两种给药途径,小鼠的尾静脉注射对初学者型

可能有一定难度,但注射是否成功容易判断,不会对实来说,

验结果造成影响。而腹腔注射虽然看似简单,可如果操作不当,很容易造成注射失败,并不被发现,直接影响到实验结果。本文主要对小鼠腹腔注射的正确方法及注射时需注意的事项进行了介绍。11.11.222.1

小鼠的选择

小鼠应同一来源同品系,雌者无孕,健康无伤,毛色光

[5]

滑,眼睛红亮,活泼,体重17~20克。尽量选择雌性小鼠,因为整群饲养的雄性小鼠时常打斗,如确实需要选择雄性小鼠则应分开笼饲。

腹腔注射的方法小鼠的抓取

左手握小鼠,用拇指、食指捏住小鼠颈背

用无名指及小指固定其尾和后肢,腹部向上,头呈部,

[4]

实验。

5.2实验人员胆子要大,心要细,注射时应做到稳、准、狠,这样操作起来就会更顺利。

[5]

低位。

2.2在下腹部离腹白线约0.5cm处将注射针刺入皮下,沿皮下向前推进3~5cm,然后使针头与小鼠腹部约成30°角刺

针头刺入的速度要快,刚开始刺时会有一种明显的抵入腹腔,抗力,那是因为鼠皮具有韧性,后来突然会有一种抵抗力消失说明针头已刺入腹腔内,此时就可以开始进药。的感觉,

2.3注射完毕后,轻轻将针头旋转一定角度,缓慢拔出针头,防止药液外漏。

2.4注射成功与否的判断3

试验技巧

作者单位:310018杭州诺泰制药技术有限公司

[1]国家药典委员会.中华人民共和国药典.第2部.北京,中国医

2010:98-99,药科技出版社,附录XIC.

[2]刘冬恋,马松涛,曾仁勇,等.肉桂挥发油对小鼠的半数致死量

2010,20(5):481-482.测定.西南国防医药,

[3]吴正平.一枝黄花皂苷对小鼠腹腔注射半数致死量(LD50)的

2009,(3):41-42.测定.黑龙江中医药,

[4]石丹萍,陈小娇,陈银宝,等.腹腔注射七氟烷对小鼠镇痛及催

2010,5(3):1-2.眠作用的影响.中国实用医药,

[5]中国药品生物制品鉴定所.中国药品检验总所.中国药品检验

2010:304-306.标准操作规范.北京,中国医药科技出版社,

刺入腹腔后可轻拉针筒,如确认

无血液或肠内容物流入,说明注射成功。

第三篇:《被老鼠咬伤后怎么办》

由于老鼠喜欢吃带有奶味的婴儿嫩肉,所以婴儿被老鼠咬伤的事

时发生。当熟睡的婴儿突然啼哭时,父母要仔细检 查一下婴儿,看看有否被老鼠咬伤。被老鼠咬伤的伤口很小,容易被忽视。由于老鼠能传播多种疾病,故被老鼠咬伤后,应及时处理。

遭鼠咬伤的急救措施:

(1)清创伤口。伤者要及时用20%肥皂水或0.1%新洁而灭溶液把

伤口反复冲洗干净,然后用2%碘酒或75%酒精对伤口进行消毒处理,但切勿包扎。

(2)湿敷并服药。对鼠咬伤的局部可用浓石炭酸涂抹和0.02%呋喃西林液湿敷,同时应用青霉素、四环素等进行预防性治疗。

(3)注射狂犬病血清。伤口处理完后,如被犬咬伤过重或高度可疑狂犬咬伤时,应立即到当地防疫部门注射狂犬血清。

(4)注射狂犬病疫苗。在注射狂犬病血清最少3小时后再接种狂犬病疫苗,这样才能有效预防狂犬病。同时,市民在捕捉老鼠时要做好个人防护措施,并养成良好的饮食卫生习惯也非常重要,要经常洗手、不吃不干净的食物,蔬菜、瓜果一定要洗干净;如果发现家中食物有被老鼠啃咬的痕迹一定不要食用。

第四篇:《小鼠注射》

一、小鼠腹腔注射:

腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

1. 小鼠腹腔注射可以用

2. 腹腔注射时右手持注射器,左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴,另外三个手指抓住小鼠的颈部,使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部,防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔,防止刺伤腹部器官。

3. 尤其是对于体重较小的小鼠,腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最好是从腹部一侧进针,穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头,防止漏液。液体外漏的主要原因是抓取小鼠时,腹部过紧而致腹内压过高所致,应该紧抓颈部但使其腹部皮肤松软,此时进针注射,不会外漏。

4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5~10ml/kg

二、皮下注射给药

将药液推入皮下结缔组织,经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。注射量约为0.1~0.3ml/10g体重。

三、皮内注射给药

将药液注入皮肤的表皮河真皮之间,观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应,接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉,局部常规消毒,左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺,针头进入皮肤浅层,再向上挑起并梢刺入,将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘,而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。

四、肌肉注射给药

小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。操作时1人固定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液,用药量不超0.1ml/10g体重。

五、静脉注射给药

将小鼠放在金属笼或鼠夹中,通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴,用左手抓住小鼠尾巴中部。小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉,2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布,一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛,置尾巴于45~50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的。行尾部静脉注射时,以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻,使静脉更为充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器,使针头与静脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4处进针,开始注入药物时应缓慢,仔细观察,如果无阻力,无白色皮丘出现,说明已刺入血管,可正式注入药物。有的实验需连日反复尾静脉注射给药,注射部位应尽可能从尾端开始,按次序向尾根部移动,更换血管位置注射给药。注射量为0.05~0.1ml/10g体重。拔出针头后,用拇指按住注射部位轻压1~2min,防止出血。

第五篇:《小鼠尾静脉注射的心得体会》

小鼠尾静脉注射的心得体会

IV比IP困难许多,我练习了非常久了之后,才抓到窍门。由于当时没有一个人能指导我,所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。当我遇到困难时,找了许多课本、网络,可是读了却做不出来,果然theory跟practical之间还是有差距的。一般书本所形容的IV很简洁,但实际情况要复杂许多,因此不先训练,是一定打不好静脉针的。

照例,打针之前,先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。准备好完这些后,就开始要抓老鼠了。

但打IV不能靠普通的restraint方法,因为打静脉要很固定的,不能有丝毫动摇。因此需要一个restrainer,就是一个小小的塑胶东东,来困住老鼠,但它的尾巴可以掉出来。你就抓住它的尾巴,然后往尾巴上的静脉打针。

这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面,一点都不能动才可以。这时就要尽量把老鼠压在里面,压成一团也没问题,只要不要弄到它骨折,或者呼吸困难就可以了。

一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里,但因为IV需要的是绝对的动弹不得,所以它会被关压到蛮不舒服的。而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的,所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。如果不牢牢困住,就算有一点点的位置,它也会挣扎的,它一挣扎,你就打不到了。

为什么那么困难呢?就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大,很小而已,只要稍微移动,很容易就打错地方了。

打静脉的针头我一般用30G,是比26G更加细的针头。

我把步骤简化如下:

1) 把针尖向下,即bevel up,这样比较容易刺进去,位置也能很精准

2) 从尾巴的最后面开始试,不要一开始就刺比较靠近身体的部位,因为如果弄错了,还可以一直往上继续试,但如果一刺就刺靠近身体的,就没办法再上了

3) 老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的,就对准红色的线条

4) 尾巴要抓紧,不要有丝毫动摇,有时候老鼠会挣扎,就要大力一点抓尾巴

5) 刺进去时,尽量把针摆得跟尾巴越平行越好,因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面,如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)

6)可以尽量刺深一点,只要是平行就好,刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的

7)往后拉一拉plunger,如果看到血,位置就对了!

8)位置对的话,保持针的不动,然后注射,注射的时候会觉得很顺畅,而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed,所以红色就会慢慢变成白色

9)最后把针拉出来,针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛),然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了

那错误又会怎样发生咧?举例如下:

1) 明明是看到自己刺到红色的线条了,可是往后拉的时候没看到血,只是感觉真空压力,这时就可以肯定刺错位置了,刺到尾巴的其他组织上,要拉出来再找一个地方刺,一般不要再刺回同样一个位置

2) 开始注射后发现很难注射,plunger遇到很大的阻力似的,其实这也是打错了,不在血管里面就会这样,这时你就会看到你打针的部位周围开始泛白,但这个泛白跟血管里面泛白不同,这个泛白就围绕在你打针的部位,而且尾巴的那个部分会开始肿胀。如果你强迫注射完进去,就发觉尾巴那里变大了,因为你所注射的液体都集中在这个部分的组织里,没有进去血管

3) 有时候一开始时注射时没问题,似乎注射进了血管,可是注射到一半突然感觉阻力来了,感觉不在血管里面了,这可能是因为你的针移位了,或者老鼠的尾巴动了

4) 如果注射错误,泛白了的尾巴部位就再也看不到血管了,因此才要从越下面开始尝试越好,因为你刺错后还可以往上在找找看别的位置刺,如果一开始就刺在很上面的位置而且刺错了,要从下面再注射是很困难的,因为上面已经充斥着肿胀的组织,要成功更加困难了

5)另外有一些时候,刺的时候发觉有血流出来,以为在对位置了,可是开始注射时就注射不进去,这可能跟针的角度有关系,角度不对就不容易进去,反而会注射到外面去

怎样可以帮助注射呢?除了要一个很好的restrainer之外,还有一个重要的步骤,就是要给尾巴加温。因为加温之后静脉会放大,放大了之后就比较容易注射。一般我的做法是注射之前拿一盏很热的灯,照老鼠的尾巴大概5分钟左右,才开

始注射。这个办法很有用的,如果没有加温,效果差别很大。

还有一个TIPS,就是不要擦酒精。酒精有点凉,擦在已经加温后的尾巴上面会马上给尾巴降温。我每次擦了酒精之后都打得很困难的,所以还是不擦酒精比较实际。

如果万事顺利,打静脉针也可以很快的。最好是做好好事前准备,如果可以第一次注射就成功就是最好了。第一次如果不成功,之后就要更加小心仔细了,不然最后可能落得老鼠的整条尾巴都被刺得白白了,已经没有新的位置可以尝试了---然后你的实验做不成功罗!

如果你折磨了老鼠很久才成功的话,老鼠放出来之后会很agitated,情绪会受到一点影响。但是如果做得干净利落,老鼠不会觉得怎样的。

好啦,就是这样啦,说是容易,做啊,可真的要许多练习咧!

第六篇:《小鼠尾静脉注射方法》

各位高手提供的方法

希望对你有帮助

我今天尾静脉注射,没有经验,针进去也觉得挺顺,但一推生理盐水尾巴就变白,请问如果打到静脉里,尾巴有何反应,会不会变白?变白是不是插到皮下了呢?

尾巴变白,肯定没有打进血管,进了血管后,注射器推进很顺利,基本没有阻力,血管内也可以看见药液把血液推走。尾巴变白,且注射器推动有阻力,肯定没有进血管。 注射前用热水泡一下尾巴,打左右两侧的静脉,应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。但推后尾巴变白了,血管内好像也可以看见药液把血液推走。但推走后,看到的就是血管变白了。是不是因为把红色的血液推走了,所以变白了?我说得这种情况有没进血管的可能性呢?我回抽了一下,始终未看到回血。我用的是小鼠,小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗,好像即使是断尾,也只能采集到0.1ml啊。请指教一下吧?谢谢! 小鼠尾静脉注射时是没有回血的,只要注射器推进顺利,且局部没有肿起,一般就是进入血管了

我是麻醉科的,尾静脉注射很熟练。

经验是:1-尾静脉上止血带,使静脉充盈

2-酒精涂搽或温水浸泡 3-剃须刀备皮

4-用套管针而非普通针头,留管后见回血才能确保在静脉内,方能给药。

5-普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点,特别象是在冬天,温度最好是让老鼠不能耐受,即鼠尾会在水中剧烈摆动,此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠(当然温度也不能太高,又不是煲汤,呵呵),时间10-20秒即可。进针时角度要小一些,一般15°就行了。进针深度不要太浅,否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。注射时不用看回血,阻力较大即是未进血管,退出重新穿刺。左右两侧的静脉以左侧稍粗,可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时,抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方,边注射边顺势稍稍往后拉尾巴,小鼠会往前跑而不是回头,这样就能一人注射了。之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人,不安全!这方法是我老师教的我,很不错,一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠,有兴趣的不防试试!

现在的导师有几个会注射尾静脉的,真难为学生。应该是这样尾注射静脉,由一人操作,取出老鼠放到一个空笼子的食合上,尾巴从食合地金属网中穿出;分别用不同手指拉直尾巴合托起尾巴就可以了注射了,之手法慢慢炼吧。注意:

1. 尾静脉注射一定要从末端开始,注意保护尾静脉,这样你注射失败了还有机会再次注射,否着你注射越来越困难,因饰演后期无法再注射而实验失败可就惨了。除非是你指需要注射一次。

2. 认真体验针头进入血管中的滑润感,如果有了这样的体验你就可以做到一针成功。手感不好找或没有经验建议用玻璃注射器,一次性的注射器力度不好掌握。

3. 注射是轻推注射器,见到血管向上变白就是你成功了,不要想要见到回血,回血后再推你的针头在你到手间可能又穿透血管失败了。

4.不要虐待动物,同时不要让其他老鼠看到同伴遭你折磨,否则你要是做免疫研究要失败的。

大鼠的尾静脉我们通常容易看到的有3条,正中和左右两侧各一条,我通常喜欢打侧面的两条。大鼠麻醉后血管的充盈确实不如没麻醉的,我们注射是将大鼠装在尾静脉注射笼内(一种专门用于尾经脉注射的笼子,可以卡住身体只露出尾巴),拔去尾巴上的细毛,此时静脉就有扩张趋势(发红),然后酒精擦,靠近尾尖部(大概1/4)进针,此时的注意事项如其他战友所述。

在这项技术的练习过程中我总结出了一个方法,看是不是对药物注射的战友有帮助,就是先用生理盐水的针进针,回抽见血后,稍微注入一点盐水,通畅无阻力的话,就将针头固定,将针身从针头上拔下,换上要注射的药,根据需要的速度注入,这样可以确定注射的药量,不然有时候注到皮下无法估计药量,另外避免蓝色染料打到皮下使整个尾巴都变蓝,无法再看到静脉的情况。要注意的是操作过程中要将尾巴卡紧。我的尾静脉注射一直都用这个方法效果还不错,希望对其他战友有帮助。

我们的办法是用红外灯照,照到小鼠烦躁时(一般2,3 分钟),在用酒精棉球擦拭,可以使血管扩张,这时血管很表浅,在普通台灯下很容易分辨,在尾巴中偏末梢进针,稍微挑一下就可以了。我师兄现在一次成功率几乎100%,小弟练习不够大概70%

用刀片轻轻的刮刮表皮的细毛和角质层,然后用温水浸泡1分钟左右,用1ml的注射器,先倾斜45度进针,然后放平进针,一般越靠近尾根部,越难扎,因为角质和皮肤较厚,虽然血管较粗,所以建议接近尾尖,用细针扎

尾静脉就在尾巴的正左右两边,先用酒精用力擦,可以去掉部分角质,然后按住近心端让充血,就很容易看到了。进针大概1~2厘米是最合适的。

尾静脉注射时,可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭,可使血管扩张,同时也可软化表皮角质。以左手拇指和食指夹住鼠尾,使静脉充盈,中指帮助无名指和小指捏住鼠尾末梢,右手持注射器(连5号细针头),针头与静脉夹角一般小于30度,从距尾尖2~3厘米处进针,此处皮薄易进入,先抽回血,见到血后再缓慢注入少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。一般推注速度为0.05~0.10ml/秒,一次注入量为0.05~0.25ml/10g体重。如反复注入,应尽可能从尾末端开始,以后向尾根部方向移动注射 如果你打进血管会觉得针头周围的压力很松,以前练习的时候就是可以回来进出针头的感觉,如果你没有进到血管会觉得针头周围压力很大,很难再往前,这时就应该退出来重打了,不必一定要回血的

打了将近一个学期尾静脉,谈谈自己的一些经验:

1、固定:很重要,我们实验室自制了一个小圆筒,筒的直径正好容下一直小鼠,筒的一端是盲端,筒身上开了N个通气空,有一个后盖,后盖上留有一圆孔,正好容下尾巴。由于小鼠有钻洞的习性,把它往筒口一放,自己就钻进去了,然后把尾巴从盖孔中穿过,盖上后盖即可。这样比较稳妥。我一般找一张桌子,把尾巴压在桌边沿上,由于边沿是个直角,把尾巴的下1/3处压在直角上能使尾部暴露很好。

2、扩张血管:关键,我一般用热水泡,直至发红即可,不能太热,容易把皮烫掉了;小鼠尾巴如果发白,那是没烫到位,再多泡一会即可。

3、手法:这要靠多练,熟能生巧。

现在我基本上是100%的成功率,关键是要对自己有信心!!

使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了,药店里到处是卖的。由于师兄做的是小鼠尾静脉注射,自己没事也玩玩,所以耳叙目染对尾静脉注射也有一点感受:

1:小鼠尾静脉最重要的是小鼠一定要固定好,自己可以做一个前面有挡板的塑料同道,后面也有挡板,在后面的挡板留一个小洞,以使尾静脉伸出来。

2:注射前将小鼠尾静脉用热水泡一下或是用75%的酒精擦拭小鼠尾静脉,以使注射1前使尾静脉充分充血扩张;或是在上方悬挂一灯泡,在适当距离烤尾静脉也可以使尾静脉充血扩张。

3:一开始最好从小鼠尾静脉的末端开始注射,如果在中前端注射一旦失败这样可以防止注射的数次失败后液体漏出。

4:注射时手上的感觉很重要,如果针头进入尾静脉,手上会有一种透空感,这种感觉只有自己亲自经历后才会有比较深的体会,另外针头如果进入后,液体的推射会很顺利;如果,感觉液体推不进去,很费力,说明针头没有进入尾静脉,而是进入了周围的软组织。

5:在注射时,一个很重要的原则是注射要缓慢,均匀推射,速度不可以快,一旦速度快,小鼠会发生充血性心衰;如果一旦出现这种情况,立即停止注射,对小鼠实行心脏按摩,也许可以救活(自己曾经这样救活过2只小鼠)!

6:每次注射的剂量:不可以超过0.2毫升;注射剂量过多,也会发生充血性心衰。

小鼠左右两侧的静脉较粗,而且很鼓(中间的那根太扁,最好不要采用),用酒精擦一下,使血管扩张,可看到有明显的两根血管充盈,在距鼠尾2~3cm处小于30度进针,若打进去,则推行无阻力,而且拔针会有回血,最后祝大家好运!

第七篇:《光缆防鼠咬的措施和效果》

光缆防鼠咬的措施和效果

一:项目的产生

浙江的丘陵区域的大多数光缆都采用了架空的方式进行敷设。光缆的结构较多地使用了GYTA,部分雷电多发区采用了全非金属结构的架空光缆。浙江山区的植被较发达,主要鼠种有花松鼠,丽松鼠,褐腹松鼠等。这些成年松鼠体长20厘米,重量大约200克,具有很强的噬咬能力。在已运行的光缆线路上,多厂家的多种结构光缆都都出于鼠咬而造成不同程度上的线路故障。以浙江移动通信有限公司所属线路为例,从1997年到2005年由于鼠咬发生的通信故障数十起,严重超过了电信线路的故障率要求。

为此,浙江移动通信有限公司运维部通过多种方法进行线路保护,如采用不同厂家的光缆、使用热缩套管修补光缆、甚至使用过直埋型光缆架空敷设和使用添加防鼠化学护套的光缆等措施,虽然鼠咬的情况有所改善,但仍不能根本性地解决鼠害的问题。如使用热缩套管修补光缆处,但仍难以根除鼠咬对通信线路的危害。只有换用防鼠光缆,才可能从根本上解决松鼠对光缆线路的噬咬问题。

从时间上来看,鼠咬发生也同其生理周期有密切关系,其中每年的5和9月是鼠害发生的高峰期,为什么松鼠喜欢啃咬光缆,现在还没有一个准确的解释。可能光缆护套的硬度和化学组成都比较适合于松鼠噬咬。

二、当前的光缆防鼠技术和研究方向

出于生态保护和经济上等因素,光缆线路防鼠既不宜采取毒杀、捕杀等措施,也不宜如直埋光缆那样采取埋深来进行预防。因此当前的光缆防鼠措施依然还需依靠光缆的结构设计和材料变化来进行预防。常规的防鼠方案有在护套中添加化学成分、采用多层护套铠装等方法。美国康宁公司曾在泰国使用过双层金属铠装的结构用于架空防鼠,光缆自身重量和外径较大,对架空杆塔的要求会提高,会增加了光缆线路的成本。还有一种可行的结构是采用不锈钢带的方案,但如果将不锈钢带分切并复膜后,其材料成本是常规镀铬钢带的5倍,经济上不可取。

所谓在护套中添加化学成分的方法,是在光缆护套中添加辣味素的方法。辣味素原本是从辣椒等天然物质中提炼出的化学物质,在小白鼠试验中发现老鼠对辣味物质比较敏感,因此已被认为是一种有效的驱鼠剂。商用的辣味素护套料是把一种类似的化学合成材料,按照一定比例添加到聚乙烯护套中。由于添加剂可能出现水溶和迁移等问题,必须考察其在护套中的迁移和水溶效果,才能确定这类光缆的驱鼠时效。

国外报道较多的是采用玻璃纤维防鼠。由于玻璃纤维极细且脆,在鼠类噬咬过程中,呈粉碎状的玻璃渣将伤及鼠类的口腔,使之对光缆产生畏惧感,达到防鼠的效果。但已知的资料中缺乏鼠咬试验的详细报告,必须通过鼠咬试验加以验证。

在已知的光缆鼠咬实验中,高强度的钢带都有较好的防鼠效果,但是同时也有研究表明,鼠咬痕迹使暴露在外界环境内的钢带的加剧腐蚀,大多数光(电)缆在不长的时间内都会被侵蚀,这就是最好要采取不绣钢带的原因。但采用不锈钢带的光缆价格会较大地增加电信设施的固定投资,寻找一种经济的、抗腐蚀能力和强度更好的钢带材料以替代现行的常规防蚀镀铬钢带也是本项目需要研究的方向之一。

我们曾考虑过采用周边环绕钢丝(或非金属加强件GRP)的结构用于防鼠,但小的GRP棒(带)较软,难以经得起鼠咬,同时光缆成本也将超过玻璃纤维结构。钢丝绕包和夹带钢丝的护套结构都会使光缆的重量增加较大,增加了杆塔的承载负荷;如果采用抗腐蚀的低碳钢丝,光缆将十分僵硬,难以盘留,不利于架空敷设;如采用普通高碳钢丝结构,光缆的耐腐蚀能力还变得极差。因此这些光缆结构都不适合现行的光缆线路运行和维护。

三、光缆的鼠咬试验

浙江移动通信有限公司和成都康宁光缆有限公司共同进行了不同结构的光缆的鼠咬实验,试验的方法参照Bellcore GR-20-CORE。被试光缆样品固定在两个封闭箱体之间,其中一个密闭箱体中装有充足食品、水和试验鼠,并强光照射,另一密闭箱体无光,由于鼠类存在噬咬和畏光特性,就不得不驱使其啃咬光缆。试验的鼠种是体重为250g的实验大白鼠。

在此之前,我们也参考过其它试验方法进行过类似的试验,如将不同性别的老鼠分开两室,中间通道由光缆样品形成栅拦;或试验箱体一侧有食品和水,另一侧被试鼠经强光照射,中间通道有光缆栅拦等方法,被试鼠种包括野生松鼠(200g)、大白鼠等,由于缺乏食物和水,造成鼠类缺乏啃咬能力和活动欲望,试验都没有达到预期的效果。

光缆的样品包括含有普通镀铬钢带、双层护套的层绞式光缆(GYTY53),普通带挡潮层的架空层绞式光缆(GYTA),以及带钢-聚乙烯内护套、玻璃纤维层和聚乙烯外护套的特

殊防鼠光缆结构(GYTSFY)。受试时间为50天,试验装置和样品如下图。

试验结果分析:

充足的食物供给,和强光照射,试验能够模拟野生环境下鼠类的啃咬,并比野外环境更加苛刻,具有代表性。

在使用钢带结构的光缆中,鼠类始终无法咬破钢带进入试验箱体的另一端,从而证明钢带对防鼠的保护能力。

普通GYTA架空光缆在试验的第15天就已经被咬破光纤套管,说明普通结构的架空光缆完全不具有防鼠效果,同时也证明其它结构的防鼠能力。

从玻璃纤维层被啃咬的第15天起,老鼠的啃咬程度在近一个星期内几乎没有发生变化,但由于强光因素和噬咬天性,迫使老鼠继续啃咬光缆,噬咬的强度明显减缓,最终结果是被啃咬面积最小,证明了玻璃纤维层至少能延缓鼠类对光缆的破坏。我们认为在野外实际环境鼠类在具有其它噬咬途径时,将会放弃对光缆的侵害。

以下是光缆被啃咬后的情况:

四、其他有关防鼠研究的试验

从经济的角度来看,辣味素如果能达到驱鼠的效果,应当是防鼠的最佳解决方案,但辣味素要达到驱鼠的效果,必须解决辣味素与PE护套料的相容问题,即辣味素在长期环境中从护套料的迁移问题。

附:辣味素的化学组成和特性

组成:正-壬酸香草酰胺

英文名称:Capsaicin

分 子 式:C17H27NO3

分子量:293.4;

熔点:56-58℃;

分解温度:340℃;

水溶性:在25℃时27ppm

值得关注的是辣味素的可溶性和毒性, 27PPM的溶解度指标是可以认为难溶于水的,但经过试验后我们发现经过水浸一段时间后,含辣味素的样品的辣味显著减少,为此我们特意将供应商提供的纯净辣味素、含辣味素的光缆护套料、经过水浸泡的含辣味素的光缆护套三种样品,通过红外气相色谱进行定量分析,以下是三个样品的红外光谱图:

在傅利叶红外光谱图上,我们可以发现,由于存在C-N键,辣味素在3200nm和1400nm附近处应存在一定的反射吸收峰,不过由于靠C-H键的吸收峰太近,整体的吸收峰会发生位移,只是在1600nm左右有一定的表现。其中黑色曲线(纯净辣味素)的峰面积远大于红色吸收峰(添加辣味素的光缆护套),说明辣味素在光缆护套中的含量是有限的,而兰色曲线的吸

收峰(通过浸泡的含辣味素的光缆护套)比红色的吸收峰面积又有减少,证明经过加工和浸泡后辣味素的含量实际上存在衰减。目前我们认为衰减的主要因素是挥发所致,由于辣味素液体在聚烯烃材料中始终存在迁移并挥发,因此难以保证含辣味素光缆护套的防鼠效果和有效的时间。

此外,在含辣味素的光缆护套加工过程中,会挥发出大量辛辣的气体和一些白烟,这说明辣味素的挥发能力很强。造成生产上的困难。因此我们认为现阶段采用辣味素进行驱鼠的方法还不可靠,能否改进还需更深入的研究。

通过鼠咬试验表明采用钢带防鼠的措施是有效的,但还不是尽善尽美的。因为光缆外护套还不能够得以保护,鼠咬后钢带的裸露所带来的腐蚀和阻水问题都需要高度重视。防鼠结构必须采用一种强度和耐腐蚀能力都优于常规镀铬钢带的复合钢带。通过将这种钢带同不锈钢带、镀铬钢带和其它复合钢带做腐蚀性试验比较,试验结果见下述实物图片:(试验方法按YD/T 723-94。试验条件是在1M的HCl溶液中浸泡20天后观察其腐蚀的情况)

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